物理化学学报  2017, Vol. 33 Issue (12): 2377-2387   (99 KB)    
Article Options
  • PDF (99 KB)
  • Full Text HTML
  • Abstract
  • Figures
  • References
  • History
  • Received: April 7, 2017
  • Revised: May 22, 2017
  • Published on Web: June 9, 2017
  • 扩展功能
    把本文推荐给朋友
    加入我的书架
    加入引用管理器
    Email Alert
    文章反馈
    浏览反馈信息
    本文作者相关文章
    颜稔
    赖璐
    许子强
    蒋风雷
    刘义
    量子点与蛋白质相互作用热力学
    颜稔1, 赖璐2, 许子强3, 蒋风雷1,*, 刘义1,*    
    1 武汉大学化学与分子科学学院, 武汉 430072;
    2 长江大学化学与环境工程学院, 湖北 荆州 434023;
    3 湖北大学材料科学与工程学院, 武汉 430062
    摘要:量子点(QDs)具有宽激发窄发射、量子产率高、发射波长可调和抗光漂白等优异的光学性质,因而在生物医学成像与示踪、生物传感等方面有着广泛的应用前景。量子点进入生命体系后,首先会遇到蛋白质,量子点与蛋白质之间发生相互作用后,蛋白质的结构和功能会因此发生变化,量子点的性能及应用也会发生改变。研究量子点与蛋白质的相互作用规律,可以为量子点的精细设计、高效应用以及生物安全性评价提供理论依据。本文在总结国内外相关文献和本课题组工作的基础上,介绍了量子点与蛋白质相互作用的热力学方法;重点从热力学角度揭示量子点与蛋白质相互作用的机制。
    关键词量子点    蛋白质    相互作用    热力学    荧光猝灭    
    作者介绍
    颜稔,1994年生,2011–2015年就读于武汉纺织大学化工学院,现为武汉大学化学与分子科学学院硕士研究生(导师:蒋风雷副教授、刘义教授)。主要研究方向为纳米材料生物效应
    赖璐,1979年生。2001年毕业于武汉大学,获学士学位;2009年毕业于长江大学,获硕士学位;2013年毕业于武汉大学,获博士学位(导师:刘义教授)。现为长江大学化工学院副教授、硕士生导师。主要研究方向为纳米生物效应、胶体与界面化学
    许子强,1987年生。2010毕业于湖北大学化学化工学院,2015在武汉大学化学与分子科学学院获博士学位(导师:刘义教授)。现为湖北大学材料科学与工程学院讲师。主要研究方向为碳点制备及其生物效应及功能性抗菌材料的制备
    蒋风雷,1981年生,理学博士,武汉大学化学与分子科学学院副教授、硕士生导师。分别于2003年和2008年在武汉大学获得理学学士和理学博士学位(导师:刘义教授);2008年10月至2009年11月,在加拿大Université de Sherbrooke进行博士后研究;2009年12月任武汉大学化学与分子科学学院讲师;2011年12月晋升副教授。主要研究领域为生物物理化学和化学生物学,主要研究方向为荧光探针应用过程热力学和动力学
    刘义,1970年生,理学博士,武汉大学化学与分子科学学院教授、博士生导师。1992年获武汉大学理学学士学位;1997年获武汉大学理学博士学位,留校任讲师;1997–1999年在武汉大学生命科学学院做博士后。2002年获教育部高校青年教师奖;2012年获国家杰出青年科学基金;2014年获批湖北省创新研究群体、首批武汉黄鹤英才(科技)计划。主要研究方向为生物热化学与热分析、纳米材料生物效应和靶向药物化学

    1 引言

    量子点(QDs),又可称之为半导体纳米晶,通常是由Ⅱ-Ⅵ、Ⅲ-Ⅴ或Ⅳ-Ⅵ族元素组成,粒径一般介于1-10 nm。当半导体的尺寸小于或等于激子波尔半径时,会产生明显的量子限域效应,连续的能带变成分立的能级结构,因此具有特殊的光学和电学特性1。与传统的有机荧光染料相比,量子点具有荧光发射可调、发射光谱窄而对称、吸收光谱宽以及光稳定性好等独特的光学特性。因此,量子点被广泛地应用于生物研究和临床医学等方面,如体内外成像、肿瘤的检测与治疗、免疫组织化学检测、药物运输与治疗、生物传感、单颗粒示踪等2-4。量子点的应用对生物医学研究产生了深远的影响,但是量子点通常含有重金属元素, 具有特有的尺寸效应,其应用于生物体系所带来的潜在风险也引起了人们越来越多的关注5-7

    为了解量子点的生物安全性,人们从生物大分子8, 9、细胞器10、细胞11-14、动物15等不同生命层次11, 16,研究了量子点的致毒机制。蛋白质是生物体内重要的一类生物大分子,是细胞原生质的主要成分,与核酸一起共同构成了生命体的物质基础。当分散在生物流体(如血液)中时,量子点表面可能会吸附蛋白质或其它生物大分子,或者发生聚集生成不同大小的聚集体17。因此,研究量子点与蛋白质的相互作用显得非常必要。

    本文主要从研究方法、研究对象、实验结果以及研究展望等方面,对量子点与蛋白质相互作用热力学进行了综述,以期能较为全面地反映量子点与蛋白质相互作用的研究现状。

    2 量子点与蛋白质相互作用研究方法

    目前,已报道用于研究量子点与蛋白质相互作用的量子点,包括CdTe、CdSe、CdTe:Zn、InP/ZnS、CdSe/ZnS、ZnSe、Zn(1-x)FexS、CdS等。其中,镉系量子点量子产率高、合成方法较为成熟,在细胞成像18、活体成像19、细胞示踪20、靶向分子成像21领域应用前景广阔。因此,有关镉系量子点与蛋白质的相互作用的研究最为深入。

    血清白蛋白是血浆中含量最丰富的蛋白质,在生物体内有着重要的生理功能22, 23,不仅可以维持血浆正常的渗透压24,在体内还承担着脂肪酸和药物等物质的运输功能25。人血清白蛋白(HSA)和牛血清白蛋白(BSA)是两种主要的水溶性血清白蛋白。HSA有585个氨基酸残基26,BSA有583个氨基酸残基27。两者结构同源,因此BSA和HSA经常被用作模型蛋白质来进行研究。此外,免疫球蛋白也被报道过28。免疫球蛋白指具有抗体活性的动物蛋白,主要存在于血浆中,也见于其他体液、组织和一些分泌液中29

    2.1 等温滴定量热(ITC)

    等温滴定微量热法是直接检测相互作用过程的热效应,从而是获得相互作用过程中的结合常数、焓变、熵变以及结合计量比等热力学参数的一种实验方法。将量子点滴定至装有蛋白质的样品池中,通过等温滴定量热计,可实时监测相互作用产生的热量,再用等温热力学方程拟合,就可以得到相关的作用热力学参数。该方法不需要做任何的化学修饰或固定30。Cedervall31最早提出用ITC研究蛋白质与纳米颗粒的结合常数和计量比,并发现纳米颗粒与HSA的结合计量比与纳米颗粒的粒径和疏水性有关。

    量子点与蛋白质之间的作用力主要为静电力、疏水作用力、范德华力、氢键等32-34。Ross等35于1981年提出了生物大分子与小分子相互作用过程中,如何由热力学参数判断作用力的规律。即:当ΔH > 0、ΔS > 0时,两者间为典型的疏水作用力;ΔH < 0、ΔS < 0时,主要作用力为氢键和范德华力(其中之一,或两者均有);ΔH ≈ 0或较小、ΔS > 0时,为静电作用力,其中,若ΔH < 0、ΔS > 0,为特异性静电作用。通过ITC获取上述热力学参数,可以据此推断量子点与蛋白质之间作用的驱动力。采用ITC方法,获取的量子点与蛋白质之间的相互作用热力学参数如表 136-40所示。

    表 1 ITC法研究量子点与蛋白质相互作用热力学参数(298 K) Table 1 Thermodynamics parameters of interaction between proteins and QDs studied by ITC (298 K).

    表 1所示,Xue等40研究巯基乙酸(TGA)修饰的CdTe量子点与硫酸鱼精蛋白(protamine sulfate)相互作用的机理时,采用ITC法求得CdTe量子点与硫酸鱼精蛋白相互作用的ΔH < 0、ΔS > 0,判断出两者之间的作用力主要为静电作用力。

    ITC方法虽然简单易行,但是对实验要求比较高。如要求量子点浓度较高,而且要求量子点与蛋白质之间的结合比较强。如Yang等37用ITC研究荧光发射在515、540、555、572 nm的四种CdTe量子点与HSA相互作用时,QDs-515 (荧光发射在515 nm)和QDs-540 (荧光发射在540 nm)的产热曲线无法拟合,原因就在于QDs-515和QDs-540粒径较小,与蛋白质的结合能力比较弱。

    2.2 荧光光谱法

    血清白蛋白含有三种具有发荧光的氨基酸残基(色氨酸、酪氨酸、苯丙氨酸)。在280 nm激发,蛋白质的荧光主要源于色氨酸残基41, 42,苯丙氨酸在此条件下激发产生的荧光可以忽略43。色氨酸残基产生的荧光对微环境的变化十分敏感,因此常常选择色氨酸残基研究蛋白质与小分子的相互作用44。用荧光光谱法研究量子点与蛋白质相互作用是基于荧光猝灭法。量子点对蛋白质的荧光有一定的猝灭作用,猝灭的机理可分为两种:动态猝灭和静态猝灭。动态猝灭依赖于扩散,因此猝灭常数Ksv会随着温度的升高而增大;而静态猝灭则是由于生成了复合物,温度升高会导致复合物的稳定性降低,因而猝灭常数Ksv随着温度的升高而降低45。另一方面,在动态猝灭过程中,猝灭剂与激发态的荧光基团发生了碰撞,这一过程会导致荧光寿命的变化。而复合物的生成并不影响蛋白质的荧光寿命46。因此,考察猝灭剂对荧光基团的荧光寿命的影响,也可用于区分静态猝灭和动态猝灭47。对于静态猝灭,可以用经典的Stern-Volmer方程描述48

    $ {{F}_{0}}/F=1+{{k}_{\text{q}}}{{\tau }_{0}}[Q]=1+{{K}_{\text{sv}}}[Q] $ (1)

    F0是未加入量子点时蛋白质的荧光强度,F是加入量子点后蛋白质的荧光强度;kq是猝灭速率常数;τ0是蛋白质分子的荧光寿命;Ksv为Stern-Volmer猝灭常数;[Q]是猝灭剂的浓度。根据公式(1),用F0/F对[Q]作图,由直线的斜率可以求得猝灭常数。Yang等37研究谷胱甘肽(GSH)-CdTe量子点与人血清白蛋白相互作用时,分别采用荧光猝灭法和测量荧光寿命的方法,均证明GSH-CdTe量子点对人血清白蛋白的荧光猝灭机理是静态猝灭。对于静态猝灭,通常用修正的Stern-Volmer方程计算结合常数Ka49

    $ \frac{{{F}_{0}}}{\Delta F}=\frac{{{F}_{0}}}{{{F}_{0}}-F}=\frac{1}{{{f}_{\text{a}}}{{K}_{\text{a}}}}\frac{1}{[Q]}+\frac{1}{{{f}_{\text{a}}}} $ (2)

    式(2) 中,ΔF是未加入猝灭剂(量子点)和猝灭剂(量子点)浓度为[Q]时,人血清蛋白(HSA)荧光强度的差值;[Q]为猝灭剂浓度;fa为荧光物质(蛋白)可接近猝灭剂的部分(分数);Ka为有效猝灭常数。对静态猝灭而言,Ka可视作为结合常数。F0F对[Q]-1作图,应得一直线,斜率为1/faKa,截距为1/fa。截距除以斜率即为结合常数Ka

    将不同温度下的结合常数代入范特霍夫方程(3) 中,

    $ \ln K= -\frac{\Delta H}{RT}+\frac{\Delta S}{R} $ (3)

    以lnK对1/T作图,应得一条直线,斜率即为-ΔH/R,由此可以算出蛋白质与量子点相互作用的焓变,由截距可求熵变。由吉布斯自由能公式:

    $ \Delta G=\Delta H-T\Delta S=-RT\ln {{K}_{\text{a}}} $ (4)

    可以求出蛋白质与量子点相互作用的热力学参数。

    采用荧光光谱方法,获取的量子点与蛋白质之间的相互作用热力学参数如表 250-61所示。

    表 2 荧光光谱法研究量子点与蛋白质相互作用热力学参数(298 K) Table 2 Thermodynamic parameters of interactions between proteins and QDs studied by fluorescence spectroscopy (298 K).

    Lai等51等采用荧光光谱法研究了不同配体修饰的CdTe量子点与HSA的相互作用(图 1),发现简单小分子配体对量子点与蛋白质的结合力影响不大。Tian等52研究CdTe量子点与α-糜蛋白酶(α-chymotrypsin)相互作用时,发现疏水作用力和静电作用力都存在,ΔS的值比较大,疏水作用力占主导地位。Huang等54研究InP/ZnS量子点与HSA相互作用时,荧光光谱得到的结论:ΔH < 0、ΔS > 0,判断两者间作用力为静电作用力。为了进一步验证此结论,作者在0.2 mol·L-1 NaCl存在的条件下重复了荧光猝灭的实验。在NaCl存在的条件下,InP/ZnS量子点与HSA相互作用的猝灭常数和结合常数分别为4.87 × 107 L·mol-1和2.80 × 107 L·mol-1,比NaCl不存在的条件下显著降低了(猝灭常数和结合常数分别为5.37 × 107 L·mol-1和3.51 × 107 L·mol-1)。这一实验结果再次证实了InP/ZnS量子点与HSA之间存在静电作用力。Shen等61采用荧光光谱法研究了CdS量子点与人血红蛋白相互作用,发现此相互作用过程的ΔH < 0、ΔS > 0,由此判断两者间的相互作用力为静电作用力。

    图 1 不同配体修饰的CdTe量子点存在时HSA的荧光光谱图51 Fig. 1 Fluorescence emission spectra of HSA in presence of different QDs51. (a) MPA(3-Mercaptopropionic acid)-CdTe QDs, (b) NAC(N-acetyl-L-cystein)-CdTe QDs, (c) GSH(Glutataione)-CdTe QDs, (d) CA(2-AMINOETHANETHIOL)-CdTe QDs) at 298 K. c(HSA) = 1 × 10-6 mol·L-1. The insets correspond to the Stern-Volmer plot.

    2.3 电化学方法

    循环伏安法(CV)可以检测体系中电化学性质的变化。量子点与蛋白质发生相互作用时,循环伏安曲线的峰电流会随之发生变化。例如:Xu等62用CV研究CdTe量子点与HSA作用时,将HSA修饰在电极上,利用K3Fe(CN)6/K4Fe(CN)6做氧化还原对,CdTe量子点与电极上的HSA结合会降低K3Fe(CN)6/K4Fe(CN)6的峰电流。从循环伏安曲线上(图 2),得到不同浓度的量子点存在的条件下,对应的峰值。根据Langmuir方程(5):

    图 2 HSA修饰的金电极在CdTe量子点存在时的循环伏安曲线62 Fig. 2 Cyclic voltammetric curves of HSA modified Au electrodes62. in 5.0 × 10-3 mol·L-1 Fe[(CN)6]3-/4-, pH 7.20 PBS buffer solution, 0.1 mol·L-1 KCl supporting electrolyte in the potential range 0.00 and 0.50 V at a sweep rate of 50.0 mV·s-1 in the presence of QDs with different size distribution. The concentrations of QDs are from 0 to 96 × 10-9 mol·L-1 at an interval of 1.2 × 10-9 mol·L-1.

    $\frac{1}{\Delta {{I}_{p}}}=\frac{1}{\Delta {{I}_{p, \max }}}+\frac{1}{\Delta {{I}_{p, \max }}{{K}_{c}}}$ (5)

    其中,ΔIp代表峰值的减少,ΔIp, max代表峰值,K是解离平衡常数,c是滴定物质的浓度。$\frac{1}{\Delta {{I}_{p}}}$$\frac{1}{c}$应为一直线,截距与斜率的比值就为量子点与蛋白质的解离平衡常数。

    电化学交流阻抗法(ESI)是基于电荷转移电阻的变化,确定量子点与蛋白质相互作用的结合常数。根据电化学交流阻抗谱,建立等效电路,确定等效电路中有关原件的参数值。如Xu等62用此法研究CdTe量子点与HSA作用时,根据电化学交流阻抗谱建立的等效电路,确定Nyquist图,半圆形的直径就是电荷转移电阻Rct。增加量子点的浓度时,Rct会随之增加(图 3)。这说明当量子点结合在HSA修饰的电极上,会阻碍电荷的转移。

    图 3 HSA修饰的金电极在CdTe量子点存在时的Nyquist曲线62 Fig. 3 Electrochemical impedance spectrum of HSA modified Au electrode62. in 5.0 × 10-3 mol·L-1 Fe[(CN)6]3-/4-, pH 7.20 buffer solution, 0.1 mol·L-1 KCl supporting electrolyte in th frequency range from 10 to 0.1 Hz in the presence of QDs with different size distribution. The concentrations of QDs are varied from 0 to 9.6 × 10-10 mol·L-1 at an interval of 1.2 × 10-10-1.2 × 10-9 mol·L-1.

    从Nyquist图中可以得到的不同的量子点对应的Rct,通过方程:

    $\frac{{{R}_{\text{ct}}}\left( 0 \right)}{{{R}_{\text{ct}}}\left( i \right)}={{K}_{\text{a}}}c+1$ (6)

    Rct(0)、Rct(i)代表量子点不存在和存在时的电荷转移电阻。Ka是量子点与蛋白质的结合常数,c是量子点的浓度。Rct(i)对c应该是一条直线,斜率即为结合常数。

    Xu等62发现用电化学方法求出的结合常数与荧光光谱法求出的差异较大:用CV法求出的结合常数为7.051 × 108 L·mol-1,ESI法求得的为1.330 × 109 L·mol-1,而荧光光谱法求得的结合常数为1.756 × 107 L·mol-1。这可能是因为荧光光谱法是主要考察蛋白质的荧光发色团色氨酸残基与量子点相互作用,而不是整个蛋白质分子;此外,荧光光谱法考察在溶液中发生的反应,而电化学方法考察固-液相界面发生的反应。因此,不能仅仅使用一种方法研究量子点与蛋白质的相互作用,多种方法的合理运用有助于从多角度阐明作用机理。

    2.4 紫外光谱(UV-Vis)

    紫外光谱是测定物质在紫外和可见区选择性吸收而产生的吸收光谱,从而对被测物质进行定性分析。蛋白质的基本结构是α-氨基酸。氨基酸中只有芳香族氨基酸在205-310 nm有吸收。205 nm处一般是肽键的ππ*吸收峰,280 nm是芳香族氨基酸残基的吸收峰63, 64。氨基酸残基的微环境由蛋白质的构象决定。蛋白质构象发生变化时,微环境会发生变化,吸收光谱也会随之发生变化,吸光度和谱带宽度也会发生变化65, 66。通过比较量子点与蛋白质结合前后,蛋白质吸收光谱的变化,可以判断蛋白质的构象是否发生了变化,也能由此判断量子点猝灭蛋白质的机理。如Kotresh等67发现CdTe量子点会引起BSA吸收峰的下降。由于动态猝灭只影响荧光基团的激发态而不改变吸收光谱,静态猝灭则是形成基态复合物,因而可以推测,CdTe量子点猝灭蛋白质荧光的机理可能是静态猝灭。紫外光谱具有简单、快速、灵活等优点,但是紫外光谱得到的结论必须借助其他表征手段进行佐证。

    2.5 圆二色谱(CD)

    蛋白质二级结构的含量,可以通过CD确定68-70。CD可以反映蛋白质的二级结构变化。208和222 nm处的两个负峰是蛋白质的α-螺旋特征峰71。α-螺旋含量的计算式如下72

    $ [{\rm{ \mathsf{ α} }} - {\rm{Helix] = }}[{\rm{(}} - {\rm{MRE208}} - {\rm{4000)/(33000}} - {\rm{4000) }}] \times {\rm{100}}\% $ (7)

    式中,MRE208是208nm处的残基的平均摩尔椭圆率,4000是208 nm处无规卷曲和β折叠的残基平均摩尔椭圆率,33000是208 nm处α螺旋的残基的平均摩尔椭圆率。

    $ {\rm{MR}}{{\rm{E}}_{{\rm{208}}}}{\rm{ = intensity\;of\; CD \;at\; 208nm/10}}cnl $ (8)

    (8) 式中,c是蛋白质的摩尔浓度,l是CD样品池厚度(cm),n是蛋白质的氨基酸残基目。

    例如,Lai等51研究不同配体修饰的CdTe量子点与蛋白质相互作用时,发现随着量子点的加入,[θ]208和[θ]222的强度会降低,这说明蛋白质中的α-螺旋结构含量减少(图 4)。α-螺旋含量下降表明蛋白质的构象发生变化。对比巯基丙酸(MPA)、乙酰半胱氨酸(NAC)和GSH修饰的CdTe量子点,巯基乙胺(CA-CdTe)量子点对人血清白蛋白的α-螺旋含量的影响更大(表 3)。这些结果表明量子点表面电荷对蛋白质的构象有不同程度的影响。Wang等59研究GSH、L-Cys(半胱氨酸)、MPA修饰的CdTe量子点与BSA相互作用时,发现GSH修饰的CdTe量子点对BSA构象的影响程度最大。Wang等58认为配体小分子(如GSH、L-Cys)若含有-NH2,能与BSA形成氢键。-NH2的含量越高,两者相互作用力越强。Xiao等50研究不同粒径的CdTe量子点对蛋白质构象的影响时,发现四种不同粒径的量子点与蛋白质相互作用后都会使HSA的α-螺旋含量降低。粒径最大的CdTe量子点(深红色荧光)使HSA的α-螺旋含量由61.1%下降为37.8%。这些实验结果表明不同粒径的CdTe量子点可能会造成HSA构象的变化,而且大粒径的量子点影响更显著。Bai等73研究了MSA(巯基丁二酸)和DPA(二甲基半胱胺酸)修饰的CdTe/ZnS量子点与HSA相互作用,发现含有更多羧基的MSA配体对蛋白质构象的影响程度也更大,α螺旋含量由59%下降到45%,DPA修饰的CdTe/ZnS量子点由59%下降到56%(表 4)。

    图 4 MPA-CdTe与HSA作用的圆二色谱52 Fig. 4 CD spectra of the MPA-QDs-HSA system 52. c(HSA) = 1 × 10-5 mol·L-1; 106c(QDs)/(mol·L-1): A 0, B 0.5, C 1, D 2; pH = 7.4

    表 3 CdTe量子点对HSA二级结构含量的影响51 Table 3 Effects of CdTe QDs on the secondary structures of HSA51.

    表 4 DPA-QDs和MSA-QDs对HSA二级结构含量的影响73 Table 4 Fractions of secondary structure of HSA in the absence and presence of DPA-QDs and MSA-QDs 73.

    2.6 红外光谱(FT-IR)

    红外光谱法是一种根据分子内部原子间的相对振动和分子转动等信息来确定物质分子结构和鉴别化合物的分析方法。蛋白质主要包括两个酰胺带的吸收:酰胺I带(1700-1600 cm-1)和酰胺二带(1500-1550 cm-1)74。酰胺I带最为敏感,经常用来确定蛋白质构象的变化。如Huang等54研究InP/ZnS对HSA的结构影响时,加入量子点后,HSA酰胺I带的吸收峰红移了,C=O官能团由1642 cm-1红移到1655 cm-1,N―H官能团由1546 cm-1红移到1548 cm-1,表明HSA的构象发生了变化。但是,红外光谱只能检测蛋白质的构象是否发生了变化,不能获得蛋白质完整的结构信息。

    2.7 动态光散射(DLS)

    动态光散射是基于胶体粒子的布朗运动来测定颗粒的扩散系数,然后根据Stokes-Einstein公式计算颗粒大小的一种技术。Lai等51研究了加入HSA前后量子点粒径的变化,发现表面带负电的MPA、GSH、NAC配体修饰的量子点,与蛋白质作用后,粒径增加(表 5)。对于表面带正电的CA修饰的CdTe量子点,水合粒径比带负电荷的量子点增大了几十倍,可能是因为蛋白质的加入引起了量子点的聚集。

    表 5 不同摩尔比的HSA对CdTe量子点水合粒径的影响51 Table 5 Hydrodynamic sizes of QDs in the presence of different molar ratios of HSA51.

    3 总结及展望

    本文在结合国内外研究和本课题组研究的基础上,介绍了7种研究量子点与蛋白质相互作用的方法。荧光光谱法和ITC是两种确定热力学参数的基本方法,通过热力学参数,可以判断蛋白质与量子点之间相互作用的驱动力,阐明相互作用的热力学机制。电化学方法能比较精确测量量子点与蛋白质相互作用的结合常数。它们都可以直接地反映蛋白质构象的变化,CD还可以定量的计算蛋白质α螺旋、β折叠等含量的变化情况。量子点使蛋白质的α螺旋含量降低,将对蛋白质的二级结构和三级结构造成一定影响,进而影响蛋白质的生理功能。DLS可以测量量子点与蛋白质相互作用时粒径的变化,也能检测量子点在结合过程中是否发生了聚集。总之,量子点与蛋白质之间的相互作用,对量子点的稳定性和蛋白质的结构可能会产生一定影响。表 6总结了量子点与蛋白质相互作用研究方法的优缺点。

    表 6 量子点与蛋白质相互作用研究方法的优缺点 Table 6 Advantages and disadvantages of methods for studying the interactions between proteins and QDs.

    大多数量子点与蛋白质的相互作用都是自发的,作用力一般是静电作用力。量子点与蛋白质的相互作用与量子点、蛋白质的种类有关,也与量子点的表面电荷、粒径、表面配体化学组成有一定的关系。主要研究结论如下:

    1.量子点表面电荷的影响:Xiao56发现表面带负电荷的CdTe量子点与HSA的结合能力更强。Lai51和Ashraf77等则发现表面带正电荷的CdTe量子点与蛋白质相互作用后,会发生聚集现象。

    2.量子点粒径的影响:Xiao50研究不同粒径的CdTe量子点与HSA相互作用时发现,粒径越大的CdTe量子点与HSA的结合越强,对蛋白质的构象的影响程度越大。Yang37,Huang55,Xu62,Xiao等78也有类似结论。

    3.表面配体化学组成的影响:Lai51和Wang58分别研究了不同配体修饰的CdTe量子点与HSA和BSA的相互作用,结果表明量子点与蛋白质的结合常数受量子点配体结构的影响相对较小。

    已有文献报道,量子点与生物大分子相互作用后,会改变量子点的表面性质。这种“改性”后的量子点才是决定其生物效应的关键因素。除了本文介绍的几种研究方法外,凝胶电泳、荧光相关光谱、核磁共振谱、石英晶体微天平等方法,也可用来研究纳米材料与蛋白质相互作用。随着物理表征技术的进一步发展,量子点等纳米粒子与生命体系的相互作用特征将得到更好的“时-空”诠释。全面、准确考察量子点与蛋白质的相互作用及其机制,对量子点的理性设计、高效应用和生物安全性评价具有重要指导意义。

    参考文献
    (1) Wang, F.; Tan, W. B.; Zhang, Y.; Fan, X. P.; Wang, M. Q. Nanotechnology 2005, 17, R1. doi: 10.1088/0957-4484/17/1/R01
    (2) Ruan, G.; Agrawal, A.; Marcus, A. I.; Nie, S. M. J. Am. Chem. Soc. 2007, 129, 14759. doi: 10.1021/ja074936k
    (3) Gao, X.; Cui, Y.; Levenson, R. M.; Chung, L. W.; Nie, S. M. Nat. Biotech. 2004, 22, 969. doi: 10.1038/nbt994
    (4) Michalet, X.; Pinaud, F. F.; Bentolila, L. A.; Tsay, J. M.; Doose, S.; Li, J. J.; Sundaresan, G.; Wu, A. M.; Gambhir, S. S.; Weiss, S. Science 2005, 307, 538. doi: 10.1126/science.1104274
    (5) Yong, K. T.; Law, W. C.; Hu, R.; Ye, L.; Liu, L.W.; Swihart, M. T.; Prasad, P. N. Chem. Soc. Rev. 2013, 42, 1236. doi: 10.1039/c2cs35392j
    (6) Dumas, E. M.; Ozenne, V.; Mielke, R. E.; Nadeau, L.J. IEEE. T. Nanobiosci. 2009, 8, 58. doi: 10.1109/TNB.2009.2017313
    (7) Bottrill, M.; Green, M. Chem. Commun. 2011, 47, 7039. doi: 10.1039/C1CC10692A
    (8) Vannoy, C. H.; Leblanc, R. M. J. Phys. Chem. B 2010, 114, 10881. doi: 10.1021/jp1045904
    (9) Atay, Z.; Biver, T.; Corti, A.; Eltugral, N.; Lorenzini, E.; Masini, M.; Paolicchi, A.; Pucci, A.; Ruggeri, G.; Secco, F.; Venturini, M. J. Nanopart. Res. 2009, 12, 2241. doi: 10.1007/s11051-009-9791-y
    (10) Li, J. H.; Zhang, Y.; Xiao, Q.; Tian, F. F.; Liu, X. R.; Li, R.; Zhao, G. Y.; Jiang, F. L.; Liu, Y. J. Hazard. Mater. 2011, 194, 440. doi: 10.1016/j.jhazmat.2011.07.113
    (11) Lu, Z.; Li, C. M.; Bao, H. F.; Qiao, Y.; Toh, Y.; Yang, X. Langmuir 2008, 24, 5445. doi: 10.1021/la704075r
    (12) Derfus, A. M.; Chan, W. C. W.; Bhatia, S. N. Nano Lett. 2004, 4, 11. doi: 10.1021/nl0347334
    (13) Hoshino, A.; Fujioka, K.; Oku, T.; Suga, M.; Sasaki, Y. F.; Ohta, T.; Yasuhara, M.; Suzuki, K.; Yamamoto, K. Nano Lett. 2004, 4, 2163. doi: 10.1021/nl048715d
    (14) Chibli, H.; Carlini, L.; Park, S.; Dimitrijevic, N. M.; Nadeau, J. L. Nanoscale 2011, 3, 2552. doi: 10.1039/c1nr10131e
    (15) Werlin, R.; Priester, J. H.; Mielke, R. E.; Krämer, S.; Jackson, S.; Stoimenov, P. K.; Stucky, G. D.; Cherr, G. N.; Orias, E.; Holden, P. A. Nat. Nanotechnol. 2011, 6, 65. doi: 10.1038/nnano.2010.251
    (16) Donaldson, K.; Brown, D.; Clouter, A.; Duffin, R.; MacNee, W.; Renwick, L.; Tran, L.; Stone, V. J. Aerosol. Med. 2002, 15, 213. doi: 10.1089/089426802320282338
    (17) Safi, J.; Courtois, J.; Seigneuret, M.; Conjeaud, H.; Berret, J. F. Biomaterials 2011, 32, 9353. doi: 10.1016/j.biomaterials.2011.08.048
    (18) Wu, X. Y.; Liu, H. J.; Liu, J. Q.; Haley, K. N.; Treadway, J. A.; Larson, J. P.; Ge, N. F.; Peale, F.; Bruchez, M. P. Nat. Biotechnol. 2003, 21, 41. doi: 10.1038/nbt764
    (19) Chen, L. N.; Wang, J.; Li, W. T.; Han, H. Y. Chem. Commun. 2012, 48, 4971. doi: 10.1039/C2CC31259J
    (20) Voura, E. B.; Jaiswal, J. K.; Mattoussi, H.; Simon, S. M. Nat. Med. 2004, 10, 993. doi: 10.1038/nm1096
    (21) Hadjipanayis, C. G.; Machaidze, R.; Kaluzova, M.; Wang, L.; Schuette, A. J.; Chen, H.; Wu, X.; Mao, H. Cancer Res. 2010, 70, 6303. doi: 10.1158/0008-5472.CAN-10-1022
    (22) Huang, B. X.; Kim, H. Y.; Dass, C. J. Am. Soc. Mass. Spectrum 2004, 15, 1237. doi: 10.1016/j.jasms.2004.05.004
    (23) Robertson, A.; Brodersen, R. Dev. Pharmacol. Ther. 1991, 17, 95. doi: 10.1159/000457504
    (24) Vorum, H.; Honoré, B. J. Pharm. Pharmacol. 1996, 48, 870. doi: 10.1111/j.2042-7158.1996.tb03990.x
    (25) Freeman, R.; Gill, R.; Shweky, I.; Kotler, M.; Banin, U.; Willner, I. Angew. Chem. 2009, 121, 315. doi: 10.1002/anie.200803421
    (26) He, X. M.; Carter, D. C. Nature 1992, 358, 209. doi: 10.1038/358209a0
    (27) Xiao, J. B.; Chen, L. C.; Yang, F.; Liu, C. X.; Bai, Y. L. J. Hazard. Mater. 2010, 182, 696. doi: 10.1016/j.jhazmat.2010.06.088
    (28) Xu, Z. Q.; Yang, Q. Q.; Lan, J. Y.; Zhang, J. Q.; Wu, P.; Jin, J. C.; Jiang, F. L.; Liu, Y. J. Hazard. Mater. 2016, 301, 242. doi: 10.1016/j.jhazmat.2015.08.062
    (29) Wei, X. L.; Zhang, X. G.; Jiang, H. Y.; Wei, S. C.; Sun, N. N.; Chen, X. Clinical Focus 2011, 26, (18), 163. [魏新亮, 张秀刚, 姜红玉, 魏思忱, 孙宁宁, 陈霞. 临床荟萃, 2011, 26, (18), 163.]
    (30) Huang, R. X.; Lau, B. L. Biochim. Biophys. Acta 2016, 1860, 945. doi: 10.1016/j.bbagen.2016.01.027
    (31) Cedervall, T.; Lynch, I.; Lindman, S.; Berggard, T.; Thulin, E.; Nilsson, H.; Dawson, K. A.; Linse, S. P. Natl. Acad. Sci. USA 2007, 104, 2050. doi: 10.1073/pnas.0608582104
    (32) Nel, A. E.; Madler, L.; Velegol, D.; Xia, T.; Hoek, E. M.; Somasundaran, P.; Klaessig, F.; Castranova, V.; Thompson, M. Nat. Mater. 2009, 8, 543. doi: 10.1038/nmat2442
    (33) Goy-Lopez, S.; Juarez, J.; Alatorre-Meda, M.; Casals, E.; Puntes, V. F.; Taboada, P.; Mosquera, V. Langmuir 2012, 28, 9113. doi: 10.1021/la300402w
    (34) Pelaz, B.; Charron, G.; Pfeiffer, C.; Zhao, Y.; de la Fuente, J. M.; Liang, X. J.; Parak, W. J.; Del Pino, P. Small 2013, 9, 1573. doi: 10.1002/smll.201201229
    (35) Ross, P. D.; Subramanian, S. Biochemistry 1981, 20, 3096. doi: 10.1021/bi00517a022
    (36) Sun, H. Y.; Cui, E. Q.; Tan, Z. G.; Liu, R. T. J. Biochem. Mol. Toxic. 2014, 28, 549. doi: 10.1002/jbt
    (37) Yang, B. J.; Liu, R. T.; Hao, X. P.; Wu, Y. Z.; Du, J. Biol. Trace. Elem. Res. 2013, 155, 150. doi: 10.1007/s12011-013-9771-z
    (38) Ding, L.; Zhou, P. J.; Zhan, H. J.; Zhao, X. H.; Chen, C.; He, Z. Y. Chemosphere 2013, 92, 892. doi: 10.1016/j.chemosphere.2013.02.045
    (39) Sun, H. Y.; Cui, E. Q.; Liu, R. T. Environ. Sci. Pollut. R 2015, 22, 18267. doi: 10.1007/s11356-015-5035-0
    (40) Xue, F. F.; Liu, L. Z.; Mi, Y. Y.; Han, H. Y.; Liang, J. G. RSC Adv. 2016, 6, 10215. doi: 10.1039/c5ra16586e
    (41) AbouZied, O. K.; Al-Shihi, O. I. K. J. Am. Chem. Soc. 2008, 130, 10793. doi: 10.1021/ja8031289
    (42) Lynch, I.; Dawson, K. A. Nano Today 2008, 3, 40. doi: 10.1016/S1748-0132(08)70014-8
    (43) Gelamo, E. L.; Silva, C. H.; Imasato, T. P. H.; Tabak, M. BBA-Biomembranes 2002, 1594, 84. doi: 10.1016/S0167-4838(01)00287-4
    (44) Joshi, P.; Shewale, V.; Pandey, R.; Shanker, V.; Hussain, S.; Karna, S. P. J. Phys. Chem. C 2011, 115, 22818. doi: 10.1021/jp2070437
    (45) Wang, R.Y.; Chai, Y. H.; Wang, R. Q.; Zhang, L.; Wu, J.; Chang, J. B. Spectrochim. Acta A 2012, 96, 324. doi: 10.1016/j.saa.2012.05.030
    (46) Weert, M. V. D.; Stella, L. J. Mol. Struct. 2011, 998, 144. doi: 10.1016/j.molstruc.2011.05.023
    (47) Gauthier, T. D.; Shane, E.C.; Guerin, W. F.; Seitz, W. R.; Grant, C. L. Environ. Sci. Technol. 1986, 20, 1162. doi: 10.1021/es00153a012
    (48) Zhang, M. F.; Xu, Z. Q.; Ge, Y. S.; Jiang, F. L.; Liu, Y. J. Photoch. Photobio. B 2012, 108, 34. doi: 10.1016/j.jphotobiol.2011.12.006
    (49) Lehrer, S. Biochemistry 1971, 10, 3254. doi: 10.1021/bi00793a015
    (50) Xiao, Q.; Huang, S.; Su, W.; Li, P. Y.; Ma, J. Q.; Luo, F. P.; Chen, J.; Liu, Y. Colloid. Surface B 2013, 102, 76. doi: 10.1016/j.colsurfb.2012.08.028
    (51) Lai, L.; Lin, C.; Xu, Z. Q.; Han, X. L.; Tian, F. F.; Mei, P.; Li, D. W.; Ge, Y. S.; Jiang, F. L.; Zhang, Y. Z.; Liu, Y. Spectrochim. Acta A 2012, 97, 366. doi: 10.1016/j.saa.2012.06.025
    (52) Tian, J. N.; Wei, S. Z.; Zhao, Y. C.; Liu, R. J.; Zhao, S. L. J. Chem. Sci. 2010, 122, 391. doi: 10.1007/s12039-010-0044-5
    (53) Sun, H. Y.; Yang, B. J.; Cui, E. Q.; Liu, R. T. Spectrochim. Acta A 2014, 132, 692. doi: 10.1016/j.saa.2014.04.157
    (54) Huang, S.; Qiu, H. N.; Liu, Y.; Huang, C. S.; Sheng, J. R.; Cui, J. G.; Su, W.; Xiao, Q. Colloid. Surface. B 2016, 148, 165. doi: 10.1016/j.colsurfb.2016.08.060
    (55) Huang, S.; Qiu, H. N.; Liu, Y.; Huang, C. S.; Sheng, J. R.; Su, W.; Xiao, Q. Colloid. Surface B 2015, 136, 955. doi: 10.1016/j.colsurfb.2015.10.028
    (56) Xiao, Q.; Huang, S.; Ma, J. Q.; Su, W.; Li, P. Y.; Cui, J. G.; Liu, Y. J. Photochem. Photobio. 2012, 249, 53. doi: 10.1016/j.jphotochem.2012.08.019
    (57) Ge, B. Y.; Li, Z. G.; Yang, L. L.; Wang, R. Y.; Chang, J. B. Spectrochim. Acta A 2015, 149, 667. doi: 10.1016/j.saa.2015.04.106
    (58) Wang, Q. S.; Zhang, X. L.; Zhou, X. L.; Fang, T. T.; Liu, P. F.; Liu, P.; Min, X. M.; Li, X. J. Lumin. 2012, 132, 1695. doi: 10.1016/j.jlumin.2012.02.016
    (59) Khani, O.; Rajabi, H. R.; Yousefi, M. H.; Khosravi, A. A.; Jannesari, M.; Shamsipur, M. Spectrochimi. Acta A 2011, 79, 361. doi: 10.1016/j.saa.2011.03.025
    (60) Das, K.; Rawat, K.; Patel, R.; Bohidar, H. B. RSC Adv. 2016, 6, 46744. doi: 10.1039/C6RA07368A
    (61) Shen, X.C.; Liou, X. Y.; Ye, L.P.; Liang, H.; Wang, Z. Y. J. Colloid Interface Sci. 2007, 311, 400. doi: 10.1016/j.jcis.2007.03.006
    (62) Xu, Z. Q.; Lai, L.; Li, D. W.; Li, R.; Xiang, C.; Jiang, F. L.; Sun, S. F.; Liu, Y. Mol. Biol. Rep. 2013, 40, 1009. doi: 10.1007/s11033-012-2142-6
    (63) Liu, R. T.; Zong, W. S.; Jin, K. K.; Lu, X. T.; Zhu, J. H.; Zhang, L. J.; Gao, C. Z. Spectrochim. Acta A 2008, 70, 198. doi: 10.1016/j.saa.2007.07.037
    (64) Liu, R. T.; Sun, F.; Zhang, L. J.; Zong, W. S.; Zhao, X. C.; Wang, L.; Wu, R. L.; Hao, X. P. Sci. Total. Environ. 2009, 407, 4184. doi: 10.1016/j.scitotenv.2009.01.042
    (65) Delfino, I.; Cannistraro, S. Biophys. Chem. 2009, 139, 1. doi: 10.1016/j.bpc.2008.09.016
    (66) Kathiravan, A.; Renganathan, R.; Anandan, S. Polyhedron. 2009, 28, 157. doi: 10.1016/j.poly.2008.09.023
    (67) Kotresh, M. G.; Inamdar, L. S.; Shivkumar, M. A.; Adarsh, K. S.; Jagatap, B. N.; Mulimani, B. G.; Advirao, G. M.; Inamdar, S. R. Luminescence 2016, 31, 760. doi: 10.1002/bio.3231
    (68) Jiang, X. E.; Jiang, J. G.; Jin, Y. D.; Wang, E. K.; Dong, S. J. Biomacromolecules 2005, 6, 46. doi: 10.1021/bm049744l
    (69) AubinTam, M. E.; HamadSchifferli, K. Langmuir 2005, 21, 12080. doi: 10.1021/la052102e
    (70) Vertegel, A. A.; Siegel, R. W.; Dordick, J. S. Langmuir 2004, 20, 6800. doi: 10.1021/la0497200
    (71) Hu, Y. J.; Liu, Y.; Shen, X. S.; Fang, X. Y.; Qu, S. S. J. Mol. Struc. 2005, 738, 143. doi: 10.1016/j.molstruc.2004.11.062
    (72) Pan, X. R.; Liu, R.T.; Qin, P.F.; Wang, L.; Zhao, X. C. J. Lumin. 2010, 130, 611. doi: 10.1016/j.jlumin.2009.11.004
    (73) Bai, J.; Wang, T. T.; Wang, Y. C.; Jiang, X. E. Biomater. Sci. 2014, 2, 493. doi: 10.1039/c3bm60224a
    (74) Rahmelow, K.; Hübner, W. Anal. Biochem. 1996, 241, 5. doi: 10.1006/abio.1996.0369
    (75) Huang, S.; Qiu, H. N.; Xie, J. N.; Huang, C. S.; Su, W.; Hu, B. Q.; Xiao, Q. RSC Adv. 2016, 6, 44531. doi: 10.1039/c6ra01386d
    (76) Xiao, Q.; Huang, S.; Qi, Z. D.; Zhou, B.; He, Z. K.; Liu, Y. BBA-Proteins Proteomics 2008, 1784, 1020. doi: 10.1016/j.bbapap.2008.03.018
    (77) Ashraf, S.; Park, J.; Bichelberger, M.A.; Kantner, K.; Hartmann, R.; Maffre, P.; Said, A. H.; Feliu, N.; Lee, J.; Lee, D.; Nienhaus, G. U.; Kim, S.; Parak, W. J. Nanoscale 2016, 8, 17794. doi: 10.1039/C6NR05805A
    (78) Xiao, J. B.; Bai, Y. L.; Wang, Y. F.; Chen, J. W.; Wei, X. L. Spectrochim. Acta A 2010, 76, 93. doi: 10.1016/j.saa.2010.02.028